在開展臨床前整體動物實驗時，如何合理地設計動物實驗從而科學有效地闡釋實驗結果是至關重要的。筆者將從自身的一些實踐經驗與感受并結合相關的指導原則角度出發進行總結與討論。希望在此能對大家起到拋磚引玉的作用。由于本文內容受限于筆者的經驗和能力，如果有什么不妥的地方歡迎各位前輩同行們批評指正，也歡迎大家踴躍留言與我交流討論。
動物種屬的選擇
在剛開始設計動物實驗時，可能很多人都會有這樣的疑問：在進行臨床前的研究過程中我們究竟該如何選擇實驗動物的種屬呢？鑒于此，我主要從常見動物類型、毒理學評估、藥物非臨床藥代動力學（PK）、毒代動力學（TK）和藥理學這幾個方面逐一進行說明。
（一）常見動物類型
首先，我們需要了解幾個基本概念，如表1所示。
表1 實驗動物常見類別
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名稱 |
釋義 |
特點 |
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近交系動物 |
近交系動物是同胞兄妹或親子之間交配20代以上 |
在相同的環境條件下實驗重復性好；根據不同實驗目的選擇不同品系進行實驗；易于制定國際公認標準 |
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雜交系動物 |
指兩個或兩個以上近交品系之間進行有計劃交配所得的第一代動物 |
具有雜種優勢；具遺傳和表型的均一性；具同基因型；國際分布廣 |
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封閉群動物 （遠交系動物） |
指一個種群在15代以上從外部引進新種，僅在固定場所以非近親交配方式繁殖的動物群 |
遺傳組成具有高的雜合性；具有較強的繁殖力和生產力；抵抗力強；自發腫瘤率較低；對性激素感受性高 |
接下來要搞清楚常見的動物品系有那些，比如有常規大鼠、常規小鼠、雜交系小鼠、免疫缺陷鼠、疾病模型鼠、地鼠、豚鼠、兔、狗、猴等，詳細內容如表2所示。
表2 常見實驗動物品系匯總表
（二）毒理學評估
對于臨床前候選藥物的安全性評估，主要包括嚙齒類和非嚙齒類動物在服用不同劑量藥物后的毒理學評估。這個階段的目的是確定系統和局部暴露，探索劑量與暴露的相關性。通過單個和多個遞增劑量的研究，可以評估藥物在體內的蓄積、誘導和毒性。
不同品系的小鼠（C57BL、BALB/c、KM和ICR等）、大鼠（如SD、Wistar和Fischer等）都可以在該研究中使用。Beagle犬通常用于非嚙齒類實驗。非人類靈長類動物，如獼猴、恒河猴或狨猴也會被用到。其中，非人類靈長類動物常用來評估大分子藥物的免疫原性，當狗的藥物代謝特征明顯不同于人類時也會使用它們。如藥物代謝酶如乙醛氧化酶，在物種間可能有明顯的差異，為了確保所有代謝產物安全性的良好覆蓋，我們可以選擇與人類代謝特征相近的動物。因為不同物種的代謝特征不同時，代謝介導的毒性可導致一個物種相對于其他物種對藥物更敏感。
即便在進入臨床后，臨床前動物毒理研究還會繼續。主要是毒理動物進行更長周期的安全性評價。藥物單次和重復給藥毒性試驗指導原則均有提及種屬（嚙齒和非嚙齒類）、性別（雌雄各半）、年齡、數量和體重（同性體重控制在20%以內）等要求。指出理想的動物應具有以下特點：對受試物的代謝與人體相近；對受試物敏感；已有大量歷史對照數據，來源、品系、遺傳背景清楚。在重復給藥毒性試驗前應采用合適的試驗方法對實驗動物種屬或品系進行選擇。常見的毒理評價動物的選擇，如表3所示。
表3 常見毒理評價動物種屬選擇
（二）藥物非臨床藥代動力學（PK）研究
根據藥物非臨床藥代動力學研究技術指導原則，該原則中對試驗動物也有相應的要求。PK試驗中一般采用成年和健康的動物。常用動物有小鼠、大鼠、兔、豚鼠、犬、小型豬和猴等。動物選擇的一般原則如下：
（1）首選動物：在考慮與人體藥代動力學性質相關性的前提下，盡可能選擇與毒理學和藥效學研究相同的動物。
（2）盡量在動物清醒狀態下進行試驗，最好從同一動物多次采樣獲取藥代動力學參數。
（3）創新性藥物應選用兩種或兩種以上的動物，其中一種為嚙齒類動物；另一種為非嚙齒類動物（如犬、小型豬或猴等）。其他藥物，可選用一種動物，建議首選非嚙齒類動物。
（4）在動物選擇上，建議采用體外模型比較動物與人代謝的種屬差異性，包括代謝反應類型的差異和代謝產物種類及量的差異。通過比較，選取與人代謝性質相近的動物進行非臨床藥代評價；同時盡可能明確藥物代謝的研究對象（如：原形藥物、原形藥物與代謝產物、或幾個代謝產物同時作為藥代動力學研究觀察的對象）。
（5）經口給藥不宜選用兔等食草類動物。
PK試驗中動物數量一般建議每組不少于5只動物，以血藥濃度-時間曲線的每個采樣點一般不少于5個數據。同時，建議受試動物采用雌雄各半。對于單一性別用藥，可選擇與臨床用藥一致的性別。
此外值得注意的是：對于口服給藥試驗一般在給藥前應禁食12小時以上，以排除食物對藥物吸收的影響。另外在試驗中應注意根據具體情況統一給藥后禁食時間，以避免由此帶來的數據波動及食物的影響。
1、藥物吸收試驗研究
如其他血管外給藥的藥物及某些改變劑型的藥物，應根據立題目的，提供絕對生物利用度或相對生物利用度。建議采用非嚙齒類動物（如：犬或猴等）自身交叉試驗設計，用同一受試動物比較生物利用度。
2、組織分布試驗研究
一般選用大鼠或小鼠進行組織分布試驗，但必要時也可在非嚙齒類動物（如犬）中進行。參考血藥濃度-時間曲線的變化趨勢，選擇至少3個時間點分別代表吸收相、平衡相和消除相的藥物分布。若某組織的藥物或代謝產物濃度較高，應增加觀測點，進一步研究該組織中藥物消除的情況。每個時間點，一般應有6個動物（雌雄各半）的數據。
3、藥物排泄試驗研究
建議同時提供嚙齒類和非嚙齒類動物的排泄數據，嚙齒類（大鼠、小鼠等）每個性別3只動物，非嚙齒類（如犬）每個性別2~3只動物。根據藥物特性，也可選擇單一性別動物，但需說明。每個樣品采集時間段至少保證有5只動物的試驗數據。
4、藥物與血漿蛋白結合率試驗研究
建議根據藥理毒理研究所采用的動物種屬，進行動物與人血漿蛋白結合率比較試驗，以預測和解釋動物與人在藥效和毒性反應方面的相關性。
5、生物轉化試驗研究
應盡早考察藥效和毒性試驗所用的實驗動物與人體代謝的差異（體現在量或質上）。我們可以進行藥物體外代謝試驗，比如動物和人肝組織勻漿、原代肝細胞、肝S9、肝微粒體等試驗預測動物與人體體內代謝有無差異。
臨床前藥代動力學研究中動物選擇的恰當與否是項目研究價值大小的關鍵。應盡量選擇適宜的動物來進行研究，如口服給藥的藥物不宜選擇食草類動物或與人胃腸道情況差異較大的動物，以免由于吸收的差異造成試驗結果不能充分提示臨床。對于創新性的藥物，可利用體外藥代動力學手段預先對動物種屬進行篩選，以選擇藥物動力學特點與人體最接近的動物，提高試驗結果的臨床預測價值。由此也可為毒性試驗選擇合適的動物種屬提供依據，并對毒性試驗與人體的相關性做出判斷。
（三）毒代動力學（TK）研究
毒代動力學研究所用動物數量應保證能獲得足夠的毒代動力學數據。由于毒性試驗中通常采用兩種性別動物，暴露測定也應包括兩種性別的動物，如果選擇單性別動物時應說明理由。毒性試驗中應采用合適的動物數和劑量組數對全身暴露量進行估計。一般情況下，建議受試物的每個劑量組至少每性別4只動物。若有證據提示受試物在性別間有明顯毒性差異，試驗中可選擇敏感性別的動物。
（四）藥理學或藥效學研究
對于基因治療藥物、抗體藥物、細胞因子和蛋白質類藥物及化學藥物在體內有效性的評價，涉及到的動物主要為正常動物或病理模型動物。其中，選擇模型動物的依據也是基于受試藥物在臨床上的適應癥，同時實驗模型必須能反映藥理作用的本質，如果有些新藥確實無法滿足上述動物模型要求，應該充分說明改用其它模型的理由。常見動物模型如表4所示。
表4 常見的模型動物類型
總之，不同動物模型對藥效評選的不同結果給新藥評價工作帶來不小的困難。而對于仿制藥品的藥效評價更多是基于原研或參比制劑質量標準或/并以原研作為對照，藥效評價相對較易。動物模型應根據人體發病機制來建立，一定要在體內和體外、動物和人體的各方面效應之間不斷驗證。一個藥效評價往往需要幾個模型，且在評價工作的不同階段反復進行，切忌單憑個別動物指標就做出是與否的結論。
動物給藥方式的
動物給藥方式有很多，我們一般選擇與臨床給藥方式一致，有些情況下可以選擇與臨床給藥接近的方式。根據EFPIA（歐洲聯盟歐洲制藥工業協會聯合會）和ECVAM（歐洲替代方法驗證中心）在2001年聯合發布的關于動物給藥和最大體積的指導原則，其為我們提供了動物實驗設計依據以及最大限度保護動物的權益。實驗室常用實驗動物給藥途徑及給藥體積，如下表5所示。
表5 實驗動物常規給藥途徑下推薦的給藥體積
注：a.(-)無數據
b. 肌肉內注射時每天不能超過2次。
c. 皮下注射時每天限制在2~3次。
d. 皮下注射時，不包括弗氏佐劑的使用。
e. 每一欄內有兩組數字，左邊的數字代表的是指導原則中適用于單次或多次給藥時的給藥體積。右邊括號內的數字代表的是可能的最大給藥體積。如果超過這個給藥體積那么將會導致動物權益與實驗的科學性之間產生矛盾。在某些情況下，給藥體積要與藥典的要求相適應。
值得注意的是：我們在實際給藥的過程中應該充分保證給藥劑量的準確性，應對給藥前的受試藥物進行劑量確證。常用HPLC或LC/MS等方法進行定量，計算出實際給藥前的藥物劑量。同時，需注意取樣方式，受試藥物在助溶/助懸劑中的狀態（如溶液、混懸液等）以及藥物制劑的類型（如口服片劑/溶液、凍干粉劑等）而定，因為這些特性直接決定了劑量配制和給藥過程的準確性。提前充分的了解，可有助于減少動物給藥操作過程中帶來的人為誤差。
采藥方式的選擇
（一）抗凝劑的選擇
常見的抗凝劑有乙二胺四乙酸（EDTA）是一種可以和鈉、二鉀或者三鉀等很多種不同的拮抗離子來組合制備抗凝劑的人工合成小分子。EDTA通過與任何形式的鈣絡合來防止血液凝結，進而通過抑制凝血反應來抑制纖維蛋白的產生。
肝素（heparin）鈉或鋰是最常用的肝素鹽。肝素可以抑制凝血酶原轉化為凝血酶，抑制纖維蛋白原纖維化，另一方面肝素通過和抗凝血酶III結合并加速反應來改變其分子結構，引起抗凝血的作用，同時增強對凝血因子Xa、IX和凝血反應的抑制，一次防止纖維蛋白原形成纖維蛋白。其余的抗凝劑如草酸鹽、檸檬酸鹽、氟化物等均有抗凝血的作用。抗凝劑類型的選擇是需要結合自身實驗而定。比如在檢測血液粘度/抗凝血時間時，在選擇抗凝劑上需慎重考慮，以免造成對實驗結果產生影響。
（二）生物樣品的收集
生物樣本收集的方式需要根據試驗目的而定。
1、全血、血漿和血清樣品的收集
全血、血漿和血清制備量約等于1:0.5:0.2，即1mL全血可以制備得到約0.5 mL血漿或0.2mL的血清。常規血漿在1500~2500 g條件下離心10~15min即可。離心后取出樣品轉移至新的樣品管中，分裝成更小體積（如果有需要復測）。一般來說，如果可以使用不同抗凝劑采血管，應首選可以減少發生任何潛在問題的抗凝管，依次為檸檬酸、EDTA、肝素、氟化物、血清管。減少凝血塊產生的一個技巧是快速將樣品冷凍和儲存到-80 °C。如果樣品是冷凍在-20 °C，然后經過冷凍-解凍這個過程，就會增加凝血的可能性。血漿樣品最好是全血采集后立即離心，可以減少溶血現象的發生。如果分析物不穩定，用血漿較血清為佳因為我們可以快速得到血漿樣品，立即進行冷凍保存。
血液總量取決于物種、性別、年齡、健康及營養狀況。對于同一種物種，較大動物單位體重的總血量比較小的動物要少，老齡和肥胖動物單位體重含總血量少于年輕和正常體重的動物。一般情況下，總循環血量為55～77mL/kg體重，安全性評價研究中常用的不同種屬動物的循環血量以及在毒理學研究中極為常用的狨猴和小型豬的數據如表6所示。
表6 實驗動物循環血量
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種屬 |
血量（mL/kg） |
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推薦均數 |
數值范圍 |
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小鼠 |
72 |
63~80 |
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大鼠 |
64 |
58~70 |
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家家兔 |
56 |
44~70 |
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狗（Beagle） |
85 |
79~90 |
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猴（恒河猴） |
56 |
44~67 |
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猴（短尾猴） |
65 |
55~75 |
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狨猴 |
70 |
-82 |
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小型豬 |
65 |
61~68 |
關于動物采血后健康狀況的關鍵性指標如心率、呼吸、激素水平及行為學改變的文獻數據不多，但是通過血液學參數可以間接判斷，如血前后的紅細胞計數（RBC），血紅蛋白濃度（HB），紅細胞壓積（HCT），紅細胞平均容積（MCV）及紅細胞分布范圍（RDW）。表7推薦的多次取樣后的恢復時間，是所有大鼠采血后血量均恢復至采血前的正常水平加減10%的時間，而多次少量取樣則不會產生這樣的急性反應。
表7 取血體積的限制及恢復周期
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單次取樣（如毒性研究） |
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取血量占循環血量百分比（%） |
大致恢復周期（Week） |
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7.5 |
1 |
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10 |
2 |
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15 |
4 |
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多次取樣（例毒代動力學研究） |
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24 h內取血量占循環血量百分比（%） |
大致恢復周期（Week） |
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7.50 |
1 |
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10~15 |
2 |
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20 |
3 |
注：a.毒理實驗中血液學指標的變化非常重要，多次采血會對這些指標發生影響，應特別注意多次采血后的恢復時間
b. 藥動學研究時大量采血（如20%）會引起血液動力學變化，或許會對半衰期等參數產生影響。如果在24h內處死動物，可以評價消除半衰期。暫不認同補充血量的方法。
那么，具體我們在實際操作中如何控制采血量呢？在藥物非臨床藥代動力學研究技術指導原則中指出：采血途徑和整個試驗周期的采血總量不影響動物的正常生理功能和血液動力學，一般不超過動物總血量的15~20%。例如，每只大鼠24 h內采血總量不宜超過2 mL。在采血方式上，同時也要兼顧動物福利。又在EFPIA和ECVAM聯合發布的關于動物采血體積指導原則中指出：單次采血（如常規毒理研究）不超過動物總血量的15%時，可在3～4周后重復采血。長期多次采血每24 h不應超過總血量的1%。采集次數和（或）采血量過多則引起貧血，并列出了較為方便的參考數據，是對動物正常生理沒有顯著干擾的最大采血體積（表8）。
表8 給出體重的各種不同種屬的實驗動物的總血量及推薦的最大采血量
2、其它樣品的收集
進行組織分布研究則需要通常需要收集動物的心、肝、脾、肺、腎、胃腸道、生殖腺、腦、體脂、骨骼肌等組織，以了解藥物在體內的主要分布組織和器官。當組織或器官從機體移除以后，需要立即浸入含鹽的溶液中，以洗去組織表面和血管中的殘渣和血液。然后，組織器官中的血液不可能完全清洗掉，殘留是不可避免的。隨后，組織可被勻漿處理或凍存。其中，機械勻漿是常用的勻漿方式，此外若分析物穩定性允許，酶解法和酸解法也是可以采用的。
尿液樣品的采集面臨的挑戰也較血液樣品多。首先，我們需要考察待測物在尿液中的穩定性問題；其次，由于尿液中蛋白質和脂類含量極少，分析物對容器表面的非特異性結合十分常見。糞便樣品通常只在必要情況下才需要采集，如當膽汁排泄是某種藥物的主要排泄途徑，或者當藥物主要被運輸到腸道，以致糞便中的藥物濃度能反映出藥物釋放的程度。
（三）采血方式的選擇
在毒代動力學研究中，大鼠采血可采用：尾靜脈、趾脈管系、全麻下心臟穿刺、全麻下頸外靜脈和頸總動脈插管。兔和豚鼠可用耳緣靜脈、頸靜脈或隱靜脈。較大動物的采血可從淺表靜脈進行（隱靜脈、頭靜脈、頸靜脈）。EFPIA和ECVAM聯合發布的指導原則中列出了關于動物推薦采血部位，如表9所示。
表9 各種不同采血方式的血樣的利弊的概述
注：a. «組織損傷發生的可能性是基于其發生的幾率和并發癥的嚴重程度，如炎癥反應，組織學損傷；
b. ««只適用于在全麻時采用的致死性的操作（只適用在全麻時臨終階段操作）。
對大、小鼠如采血量不超過0.1mL 時，常用尾尖采血法。眼竇后靜脈叢穿刺通常適用于無尾動物如倉鼠。當尾靜脈不能滿足較大的采血量時，大、小鼠也可用此技術。一般要求在麻醉下操作。只有當沒有別的方法的特殊情況下，2周后才能考慮在已恢復正常的動物的眼眶靜脈叢再次取血。這項技術應由訓練良好的工作人員來操作，而且只能用動物的一只眼睛。不贊成在無麻醉條件下，用眼球摘除法取血。
但值得一提的是眼竇后靜脈叢采血法（俗稱的眼眶采血），之前的研究經常會使用眼竇后靜脈叢采血的方法，但近來研究表明它會產生一些不良反應。由于這些不良反應及其可能產生的嚴重后果的原因，該方法已引起了人們的擔憂。近來已形成的其他一些即可滿足科研需要，又可保證動物福利的采血方法。然而，有的專業技術人士認為，同那些新采血方法相比，眼球后靜脈叢采血法的利弊仍是值得回顧和評論的。比如，眼眶采血很難完全避免不同時間點之樣品的交叉污染問題，特別是在采血點比較密集的時候。
我們需要注意的是穿刺采血的頻率，即是進行最少次數的穿刺。對于插管法的手術操作必須要保證在無菌條件下進行，以避免交叉感染的發生；需定期疏通導管，避免管內凝血而發生堵塞；要避免大鼠咬到套管，應對置管動物進行隔離飼養和適當固定。
最后補充說明一下，有些采血方式需要麻醉，需要注意的是麻醉可以使得進行采取血樣較為容易，但其同時增加了已采血點處發生出血的幾率，所以應格外關注這一點以確保止血成功。此外，只有在其他的采血途徑不能使用時方可考慮動物的眼竇后靜脈叢采血；心臟采血只有在動物全麻的臨終階段方可使用。
時間的選擇
（一）采樣點或采血時間的選擇
藥代動力學研究中采樣時間點的設計應兼顧藥物的吸收相、平衡相（峰濃度附近）和消除相。對于吸收快的血管外給藥藥物，應盡量避免第一個點是峰濃度（Cmax）；在Cmax附近需要3個時間點，盡可能保證Cmax的真實性。整個采樣時間應持續到3~5個半衰期，或持續到血藥濃度為Cmax的1/10~1/20。為保證最佳采樣點，建議在正式試驗前進行預試驗，然后根據預試驗的結果，審核并修正原設計的采樣點。
對于組織分布試驗的采樣點的選擇，一般是參考血藥濃度-時間曲線的變化趨勢，選擇至少3個時間點分別代表吸收相、平衡相和消除相的藥物分布。若某組織的藥物或代謝產物濃度較高，應增加觀測點，進一步研究該組織中藥物消除的情況。此外，尿液樣本是在一定時間間隔內進行采集的。典型的采樣時間為服藥前（-6~0 h），以及服藥后0~6h、6~12 h、12~24h和24~48 h。
（二）給藥時間間隔的選擇
多次給藥試驗時，一般可選用一個劑量(有效劑量)。根據單次給藥藥代動力學試驗結果求得的消除半衰期，并參考藥效學數據，確定藥物劑量、給藥間隔和連續給藥的天（次）數。
最后，需要引起重視的是（1）在樣品采集和處理時還應考慮樣品采集的時間及從全血樣品制備血漿樣品所需的時間。例如，如果血漿樣品制備時間為15min，而下一個采血點是5 min以后，那么是否能夠在有限時間里完成所有血漿樣品的制備?（2）在樣品采集時間點比較密集（如需連續采集0,5 min, 15 min, 30 min, 1 h點），樣品組數又較多時，需要全面考慮時間安排問題，確保有能力遵守采樣時間。
生物樣品儲蓄和運輸
（一）樣品采集臨時存放條件
如果沒有相關樣品穩定性數據，我們建議將化合物全部視為在全血里面不穩定。采集的樣品應該立即放在冰浴上，且隨后所有操作也保證在冰浴上操作。如康寧公司的熱傳導模塊CoolRack系列，將該模塊放置于濕冰或干冰等條件下可以快速降溫并保證每個樣品孔在恒定的低溫下，每個放置樣品的孔溫波動范圍在±0.1 °C。此外，濕冰條件下存放時，還需密切關注冰的融化速度，及時補充濕冰。最后，樣品管應有用不褪色筆標注的樣品標簽，且樣品標簽在浸濕情況下不會脫落或變得模糊不清。盡量避免手寫標簽，實驗室用的標簽打印機可以滿足需求。
（二）生物樣品儲存容器
在選擇樣品儲存容器是應該進行全面的考慮，包括他們可能會遇到的問題。樣品管蓋是否可以承受-80或-196 °C低溫？樣品管高速離心是否會變形？
聚丙烯（PP）和聚乙烯（PE）是在采血和儲存全血、血漿及血清過程中最常用的材料，他們與分析物之間的相互作用也最少。聚苯乙烯（PS）材料的塑料管經常用于臨床試驗的尿樣采集，但是在使用時須小心，因為PP和PE材料的樣品采集管相比，PS材料對樣品更容易產生非特異性吸附。
（三）生物樣品長期儲存條件
FDA和EMA在關于生物分析方法驗證的指導文件里都頻繁提到了對樣品采集及儲存過程中穩定性的評估。即QC樣品應當與測試樣品儲存在相同的溫度條件下，并且儲存時間至少相同。對于小分子藥物，如已驗證樣品在-70 °C和-20°C的穩定性，那么就沒必要對這兩個溫度之間的其他溫度的穩定性進行評估。但是對于大分子（如多肽和蛋白質），樣品儲存的各個溫度條件的穩定性都需要進行評估。一般情況下，我們都默認為小分子樣品放置在-80 °C冰箱，可以儲存至少3個月以上。
（四）生物樣品的運輸
應將樣品放置于干冰里運輸，最好全程實時動態監控樣品運輸途中的溫度。也就是說樣品在運輸前需加入足量的干冰，以保證干冰的持續作用時間常于樣品的運輸時間。同時，樣品最好能在周一寄出，這樣保證樣品可以在周末前送到目的地。
小結
本文未涉及動物實驗設計中關于劑量選擇和實驗分組等問題，主要原因是筆者考慮到該部分設計需實際問題實際分析，考慮的方面也較多，如需要綜合考慮受試藥物的PK（TK）或/和PD、半數有效量（ED50）、半數致死量（LD50）、最大耐受量（MTD）和最大給藥量（MFD）等參數，從而較為合理地調整給藥的劑量。這些都可以單獨拿出來作為一個主題進行討論，故在本文中未提及。
總之，選擇動物時應盡可能選用與人在生物學上接近，在機體解剖、生理功能相類似的動物，應選用敏感動物品系，選用靶器官高效應實驗動物。同時，注意動物的年齡、性別、遺傳、營養、環境等因素。對于不同種屬動物的采血方式和采血量，在最大程度保護動物權益的前提下，基于相應的基本原則，我們可以自行選擇與調整。對于生物樣品的收集、儲存和運輸操作中，應最大程度保護樣品的真實狀態。
最后，特別需要強調的是，我們在涉及動物的所有試驗操作中，人員應具備全面的理論知識儲備、動手操作能力和嚴格的SOP文件體系是保證動物實驗結果真實性和可重復性的關鍵，同時也是保障實驗動物健康和權益的根本所在。
參考資料
（一）書籍
(1)李文魁等,液相色譜-液質（LC-MS）生物分析手冊：最佳實踐、實驗方案及相關法規[M].科學出版社,2017
(2)章金濤. 醫學實驗動物學[M]. 鄭州大學出版社, 2014.
（二）指導原則
(3)CDE, 藥物重復給藥毒性研究技術指導原則,2014.
(4)CDE, 藥物單次給藥毒性研究技術指導原則,2014.
(5) CDE, 藥物刺激性、過敏性和溶血性研究技術指導原則, 2014.
(6) CDE, 藥物安全藥理學研究技術指導原則, 2014.
(7)CDE, 藥物遺傳毒性研究技術指導原則,2018.
(8)ICH, S5. 藥品的生殖毒性和雄性生育力毒性檢測,2000.
(9)ICH, S1B. 藥物致癌試驗,1997.
(10)CDE, 藥物非臨床藥代動力學研究技術指導原則, 2014.
(11)CDE, 藥物毒代動力學研究技術指導原則,2014.
（三）文獻
(12)Diehl K, Hull R, Morton D, et al. Agood practice guide to the administration of substances and removal of blood,including routes and volumes[J]. Journal of Applied Toxicology, 2001, 21(1):15.
文章來源：藥事縱橫